被特定部位的细胞获取的瘤子外泌体可为肿细胞的转移准备转移前微环境。用肺转倾向的肿细胞细胞来源的外泌体处理小鼠后可使骨转倾向的肿细胞细胞重新定向。外泌体的蛋白质组学分析发现不同部位倾向性的肿细胞细胞来源的外泌体具有不同的整合素(integrin)表达谱,整合素α6β4和α6β1与肺转有关,而整合素αvβ5与肝转有关。敲低整合素α6β4和αvβ5可减少外泌体被靶部位细胞获取,进而分别降低了肺和肝的转移。进一步研究发现外泌体整合素被细胞获取后活跃了Src的磷酸化和促炎的S100基因的表达。通过临床数据分析显示外泌体整合素可作为预测肿细胞转移的部位倾向性的诊断指标。外泌体的提取的方式:PS亲和法。外泌体在免疫调控、肉瘤转移和血管生成以及生物标志物等领域发挥着非常重要的作用。外泌体发展面临的困难
细胞外小泡通过充当脂肪组织、肝脏、骨骼肌和免疫细胞之间的细胞间通讯方式,在肥胖及其代谢并发症的发展中发挥作用。外泌体可能在外周胰岛素敏感性的调节中起作用,外周胰岛素敏感性是T2D发病机理的主要组成部分。外泌体似乎通过至少两种不同的机制来调节胰岛素敏感性,即通过调节炎症或通过与胰岛素反应性部位的直接相互作用。后者可通过与主要胰岛素信号分子(例如磷脂酰肌醇3-激酶(PI3K)/Akt信号通路)相互作用而影响胰岛素信号通路而直接或间接发生。与对照组相比,糖尿病患者的血浆EV含量更高,并且与对照组相比,糖尿病小鼠的血浆外泌体数量也更高。然而,确定外泌体的作用及其在肝/肠轴通讯中的潜在作用将需要对它们的组成有更好的了解,特别是饮食是否会改变肠源性外泌体的含量,因此就胰岛素反应而言它们的生物学功能尚未研究。组织外泌体Dil疾病的进展和对诊疗的反应可以通过外泌体的多组分分析来确定。
超速离心是外泌体提取较常用的方法也被认为是金标准,主要是根据外泌体的沉降系数、大小和形状将其分离出来。首先4℃低速离心(300-500g,10min)去除死细胞以及细胞碎片,随后以较高离心速度(2000xg,10min)去除生物聚合物以及凋亡小体,然后用10000xg,30min离心去除大型囊泡,结尾以超速离心沉淀外泌体。通过悬浮以及重复超速离心去除外泌体沉淀中的非外泌体蛋白。超速离心法具有操作简单、不易被分离试剂污染、获得的外泌体数量较多等优点。但是此方法需要昂贵的超高速离心机,每次处理的样本量较小,费时,电镜鉴定时还发现外泌体易聚集成块,且上清中仍能检测到大型囊泡,纯度不高,另外高速离心会损伤外泌体影响下游实验。外泌体通过内体途径分泌到细胞外空间,并将各种生物活性分子(货物)转运至靶细胞。
细胞外囊泡是蛋白质、mRNA、miRNA和脂质运输来完成细胞间通讯通路的重要媒介,根据它们的大小和发生分为三类,包括外泌体、微泡和凋亡小体。其中,外泌体是直径大约为40-100nm的包装囊泡,由多种细胞分泌,内含有特定的蛋白质、脂质、细胞因子或遗传物质。来源于不同的组织的外泌体不只具有其特异性蛋白分子,而且还包含其行使功能的关键分子。近年来,随着外泌体研究的不断深入,它的应用已经涉及瘤子诊疗领域、医学基础和免疫领域、寄生虫领域;临床研究上已涉及心血管系统、内分泌代谢系统等。超速离心是目前分离外泌体的主要技术。外泌体存在于组织样本中,如脑组织、肌肉组织、脂肪组织等。
常规生物学实验中,实时定量PCR技术(RT-PCR)普遍用于microRNA的检测实践中,但外泌体样品中的microRNA丰度极低,普通RT-PCR技术的灵敏度已经不能够满足。第三代微滴式数字PCR——ddPCR技术,成为外泌体microRNA检测的选择技术。微滴式数字PCR(DropletdigitalPCR),又成为“油包水PCR”,在传统的PCR扩增前对样品进行微滴化处理,即将含有核酸分子的反应体系分成成千上万个纳升级的微滴,其中每个微滴或不含待检核酸靶分子,或者含有一个至数个待检核酸靶分子。经PCR扩增后,逐个对每个微滴进行检测,有荧光信号的微滴判读为1,没有荧光信号的微滴判读为0,根据泊松分布原理及阳性微滴的个数与比例即可得出靶分子的起始拷贝数或浓度。超速离心法,这是目前外泌体提取较常用的方法。血浆外泌体label free
外泌体能够穿过血脑屏障以将特定药物输送到中枢的神经系统是外泌体递送药物的一个明显优势。外泌体发展面临的困难
DLS使用由于粒子的布朗运动而产生的波动散射光的强度来估计外泌体颗粒的大小分布及其zeta电位。DLS样品制备方便,只需要简单的过滤,测量速度较快,需要的样品体积较少。但由于动态光散射技术是基于光强测量,散射光的强度与粒径的六次方成正比,使得当测量多种粒径的混合悬浮液时,通常会偏向于检测较大粒径产生的散射光,比较难检测到较小颗粒。所以DLS不适合对粒径分布较宽的外泌体样本的测量,只适合尺寸较为均一的外泌体样本,并且无法测量样品中外泌体的浓度。外泌体发展面临的困难
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